Ялта, Республика Крым, Россия
Ялта, Республика Крым, Россия
Ялта, Россия
Ялта, Республика Крым, Россия
Ялта, Республика Крым, Россия
Диоксид серы, используемый в виноделии как консервант и антиоксидант, негативно влияет на здоровье человека. Снижение доз диоксида серы возможно путем применения дрожжей с хорошей бродильной активностью, доминирующих при инокуляции в сусло, и низкой способностью синтезировать SO2 и SO2-связывающие вещества. Последнее связано с механизмами детоксикации SO2 дрожжами. Цель работы – изучение взаимосвязи устойчивости дрожжей к диоксиду серы и их способности синтезировать SO2 и ацетальдегид в процессе роста. Исследовали 17 штаммов дрожжей рода Saccharomyces. Культивирование дрожжей осуществляли на установке CGQ на виноградном сусле до достижения стационарной фазы роста. Концентрацию диоксида серы определяли титриметрическим методом, альдегидов – бисульфитным, сульфитоустойчивость дрожжей – по ростовой реакции на SO2 по технологии CGQ. Установлено, что штаммы различались по степени SO2-резистентности, оцениваемой по увеличению продолжительности лаг-фазы в присутствии (100 мг/дм3) диоксида серы: первая группа (чувствительные) – 8 ч и более, вторая – 2–6 ч, третья (устойчивые) – без изменения. Выявлено (Wilks L = 0,228, α = 0,05), что в среде без SO2 чувствительные культуры отличались наибольшим значением минимального времени генерации в экспоненциальной фазе роста (5,3 ± 2,1 ч), устойчивые – наибольшим синтезом ацетальдегида (54,7 ± 11,1 мг/дм3) и диоксида серы (21,0 ± 10,3 мг/дм3), культуры второй группы – наименьшим содержанием в среде связанных форм SO2 (10,9 ± 4,2 мг/дм3), занимая по остальным показателям промежуточное положение. В работе была показана возможность использования длительности адаптации дрожжей к SO2 для первичного отбора культур в эковиноделии. По совокупности физиологических и биохимических особенностей выделили перспективные культуры: из третьей группы – для производства вин с пониженным содержанием SO2, из второй – органических вин. Продолжение исследования направлено на расширение спектра штаммов дрожжей и уточнение диапазонов показателей для эффективного включения культур в виноделие.
Дрожжи, CGQ технология, лаг-фаза, генерация, синтез, ацетальдегид, диоксид серы, эковиноделие
1. Guerrero RF, Cantos-Villar E. Demonstrating the efficiency of sulphur dioxide replacements in wine: A parameter review. Trends in Food Science and Technology. 2015;42(1):27-43. https://doi.org/10.1016/j.tifs.2014.11.004
2. Romano P, Ciani M, Fleet GH. Yeasts in the production of wine. New York: Springer; 2019. 515 р. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-9782-4
3. Costanigro M, Appleby C, Menke SD. The wine headache: Consumer perceptions of sulfites and willingness to pay for non-sulfited wines. Food Quality and Preference. 2014;31:81-89. https://doi.org/10.1016/j.foodqual.2013.08.002
4. Zara G, Nardi T. Yeast metabolism and its exploitation in emerging winemaking trends: From sulfite tolerance to sulfite reduction. Fermentation. 2021;7(2). https://doi.org/10.3390/fermentation7020057
5. Walker ME, Zhang J, Sumby KM, Lee A, Houlès A, Li S, et al. Sulfate transport mutants affect hydrogen sulfide and sulfite production during alcoholic fermentation. Yeast. 2021;38(6):367-381. https://doi.org/10.1002/yea.3553
6. Divol B, du Toit M, Duckitt E. Surviving in the presence of sulphur dioxide: Strategies developed by wine yeasts. Applied Microbiology and Biotechnology. 2012;95:601-613. https://doi.org/10.1007/s00253-012-4186-x
7. Garcıa-Rıos E, Nuevalos M, Barrio E, Puig S, Guil- lamon JM. A new chromosomal rearrangement improves the adaptation of wine yeasts to sulfite. Environmental Microbiology. 2019;21(5):1771-1781. https://doi.org/10.1111/1462-2920.14586
8. Valero E, Tronchoni J, Morales P, Gonzalez R. Autophagy is required for sulfur dioxide tolerance in Saccharomyces cerevisiae. Microbial Biotechnology. 2019;13(2):599-604. https://doi.org/10.1111/1751-7915.13495
9. Zimmer A, Durand C, Loira N, Durrens P, Sherman DJ, Marullo P. QTL dissection of lag phase in wine fermentation reveals a new translocation responsible for Saccharomyces cerevisiae adaptation to sulfite. PLoS ONE. 2014;9(1). https://doi.org/10.1371/journal.pone.0086298
10. Casalone E, Colella CM, Daly S, Gallori E, Moriani L, Polsinelli M. Mechanism of resistance to sulphite in Saccharomyces cerevisiae. Current Genetics. 1992;22(6):435-440. https://doi.org/10.1007/BF00326407
11. ЦКП Коллекция микроорганизмов виноделия «Магарач». URL: http://magarach-institut.ru/kollekcija-mikroorganizmov-vinodelija-magarach (дата обращения: 10.06.2022).
12. Коллекция микроорганизмов виноделия института «Магарач» и ее роль в микробиологическом обеспечении отрасли / С. А. Кишковская [и др.] // Виноградарство и виноделие. 2016. Т. 46. С. 46-51.
13. Ivanova E. Study of acid-reducing ability of collection strains of wine yeast fungi-saccharomycetes. Norwegian Journal of Development of the International Science. 2021;(54-1):3-5. (In Russ.). https://doi.org/10.24412/3453-9875-2021-54-1-3-5
14. Morgan SC, Haggerty JJ, Johnston B, Jiranek V, Durall DM. Response to sulfur dioxide addition by two commercial Saccharomyces cerevisiae strains. Fermentation. 2019;5(3). https://doi.org/10.3390/fermentation5030069
15. Bruder S, Reifenrath M, Thomik T, Boles E, Herzod K. Parallelized online biomass monitoring in shake flasks enables efficient strain and carbon source dependent growth characterization of Saccharomyces cerevisiae. Microbial Cell Factories. 2016;15. https://doi.org/10.1186/s12934-016-0526-3
16. Kuzmina SS, Kozubaeva LA, Egorova EYu, Kulushtayeva BM, Smolnikova FKh. Effect of berry extracts on Saccharomyces cerevisiae yeast. Food Processing: Techniques and Technology. 2021;51(4):819-831. (In Russ.). https://doi.org/10.21603/2074-9414-2021-4-819-831
17. Makarov AS, Lutkov IP. Yeast race effect on the quality of base and young sparkling wines. Foods and Raw Materials. 2021;9(2):290-301. https://doi.org/10.21603/2308-4057-2021-2-290-301
18. García-Ríos E, Guillamón JM. Sulfur dioxide resistance in Saccharomyces cerevisiae: beyond SSU1. Microbial Cell. 2019;6(12):527-530. https://doi.org/10.15698/mic2019.12.699
19. Noble J, Sanchez I, Blondin B. Identification of new Saccharomyces cerevisiae variants of the MET2 and SKP2 genes con-trolling the sulfur assimilation pathway and the production of undesirable sulfur compounds during alcoholic fermentation. Microbial Cell Factories. 2015;14. https://doi.org/10.1186/s12934-015-0245-1
20. Li E, Mira de Orduña R. Acetaldehyde metabolism in industrial strains of Saccharomyces cerevisiae inhibited by SO2 and cooling during alcoholic fermentation. OENO One. 2020;54(2):351-358. https://doi.org/10.20870/oeno-one.2020.54.2.2391
21. Kishkovskaia SA, Tanashchuk TN, Avdanina DA, Eldarov MA, Ivanova EV, Shalamitskiy My, et al. Screening for promising yeast strains for sherry wine production using genetic and enological markers. Agricultural Biology. 2021;56(3):537-548. (In Russ.). https://doi.org/10.15389/agrobiology.2021.3.537eng
22. Li E, Mira de Orduña R. Acetaldehyde kinetics of enological yeast during alcoholic fermentation in grape must. Journal of Industrial Microbiology and Biotechnology. 2017;44(2):229-236. https://doi.org/10.1007/s10295-016-1879-7
23. Peskova IV, Ostroukhova EV, Zaitseva OV, Lutkova NYu, Vyugina MA. The role of technological factors in the formation of SO2-binding complex of base wines. Magarach. Viticulture and Vinemaking. 2021;23(1):83-90. https://doi.org/10.35547/IM.2021.96.76.014
