Введение. Для Республики Татарстан и регионов Среднего Поволжья, яровая мягкая пшеница, является основной зерновой и полевой культурой [1, 2, 3]. Вместе с тем, потенциал современных сортов данной культурой, во многом не реализуется в полном объеме, отмечаются значительные колебания урожайности по годам [4]. Среди основных причин снижения урожайности и качественных характеристик зерна яровой пшеницы, особое место занимают инфекционные болезни, важнейшими из которых являются микозы различной этиологии [5, 6, 7]. На территории Татарстана к числу наиболее распространенных и опасных микозов яровой пшениц относятся – корневые гнили (разной этиологии), септориоз листьев и колоса, бурая листовая ржавчина и настоящая мучнистая роса [8, 9]. В существующих системах защиты растений яровой пшеницы от различных микозов, в качестве основных приемов их контроля, выступают иммунно-генетические, агротехнологические и другие профилактические меры [10, 11]. В случае массового развития инфекционных заболеваний, активно используются химические средств контроля патогенов – фунгициды, относящиеся к различным химическим группам [12, 13]. Вместе с тем, применение фунгицидов связано как с экологическими последствиями от их применения, так и с экономическими сложностями (высокая стоимость препаратов). Кроме того, растет резистентность патогенов к ряду действующих веществ данной группы пестицидов, что также снижает эффективность их применения [14, 15]. В качестве альтернативы химическим препаратам, все большее распространение в системах защиты пшеницы приобретают биофунгициды на основе различных микроорганизмов (биологически агентов) [16, 17]. К числу наиболее распространенных биологических агентов биофунгицидов относятся спорообразующие грамположительные аэробные бактерии рода Bacillus [18, 19]. Среди представителей данного рода, все большее внимание для биологической защиты привлекают различные эндофитные бактерии, играющие важную и разностороннюю роль в жизни растений [20, 21]. В частности, показано положительное влияние применения данных бактерий в снижении поражения растений различными фитопатогенами [22, 23].Целью работы было изучение влияния обработки семян различными штаммами эндофитных бактерий на развитие различных микозов яровой пшеницы в лабораторных опытах и в полевых условиях. Материал и методика исследований. Объектом исследований в лабораторных и полевых опытах выступала яровая мягкая пшеница (Triticum aestivum L.) сорта Ульяновская 105. Исследования проводились в 2020-2022 гг., отличающихся по агрометеорологическим условиям. Вегетационный период 2020 года был прохладным и хорошо увлажненным, тогда как в 2021 году отмечались острозасушливые явления с экстремально высокими температурами воздуха и почвы. В 2022 году условия вегетации были достаточно благоприятными для развития яровой пшеницы. Для исследований использовались биопрепараты у которых в качестве биологических агентов выступали – Bacillus mojavensis PS17 [24] и Bacillus amyloliquefaciens RECB-95 [25]. Штамм Bacillus amyloliquefaciens RECB-95 является факультативным эндофитом корней и стеблей растений томата, тогда как Bacillus mojavensis PS17 – эндофитной бактерией семян яровой пшеницы.Схема опыта: 1. Контроль – без обработки; 2. Обработка семян Bacillus mojavensis PS17 (1,0 л/т) + опрыскивание Bacillus mojavensis PS17 (1,0 л/га) (схема с Bacillus mojavensis PS17); 3. Обработка семян Bacillus amyloliquefaciens RECB-95 (1,0 л/т) + опрыскивание Bacillus amyloliqefaciens RECB-95 (1,0 л/га) (схема с Bacillus amyloliquefaciens RECB-95); 4. Обработка семян 250+150 кс Ламадор (0,2 л/т) + опрыскивание 250 кэ ПропиШанс (0,5 л/га) (схема химическая система защита растений).Расход рабочей жидкости при обработке семян был стандартным (10 л на т семян). Опрыскивание проводилось в фазу колошения с нормой расхода рабочей жидкости 200 л/га.В полевых опытах общая площадь делянки была 25 м2, учетная – 20 м2, в четырехкратной повторности. Агротехнология возделывания яровой пшеницы в полевых опытах была выбрана согласно зональным рекомендациям для Предкамья Республики Татарстан. Почва опытных участков – слабокислая серая лесная среднесуглинистая, отличающаяся высокой окультуренностью и хорошей обеспеченностью основными элементами минерального питания.   Почвенный материал для изучения зараженности патогенными микромицетами отбирался по фазам развития яровой пшеницы. Почву отбирали в прикорневой зоне растений. Из каждой пробы отбирали 1 г почвенного материала, который в стерильных условиях размалывали до состояния мелкозема. Из размолотой почвы при помощи стерильного фосфатного буфера (PBS) делали ряд последовательных разведений которые затем высевали на чашки Петри с твердыми средами Сабуро и Чапека, в 4-х кратной повторности. Чашки Петри инкубировали в темноте при температуре 26,5ºС в течение 7 суток [26]. При микроскопировании патогенных микромицетов определяли их вид с использованием определителя [27].Фитосанитарный мониторинг корневых гнилей и листо-стеблевых инфекций проводили по общепринятым методикам [28].Результаты и обсуждение. Перед тем, как изучать влияние биопрепаратов на развитие патогенов в полевых условиях, проверяли их фунгицидную активность в лабораторных условиях в отношении фузариозной инфекции [29]. Для этого патогенный микромицет Fusarium oxysporum поместили в центр агаризованой среды Чапека в виде агарового блока. Патоген инкубировали в течение 2-х суток при температуре 25ºС, после чего вокруг патогена с 4-х сторон помещали каплю с живой культурой исследуемых бактериальных штаммов на расстоянии около 2-х см. Инкубировали при температуре 27ºС. Через 3 и 5 суток инкубации замеряли зону лизиса: расстояние, которым патоген отграничивается от бактериальной культуры. На рисунке 1 представлены результаты оценки фунгицидной активности штамма B. mojavensis PS17 по отношению к патогенному микромицету.   а.                                                     б.Рис. 1 ‒ Фунгицидная активность штамма B. mojavensis PS17 по отношению к Fusarium oxysporum, а – на 3 сутки инкубации, б – на 5 сутки инкубации. На рисунке заметно, что в начале инкубации штамм B. mojavensis PS17 проявляет фунгицидные свойства достаточно выражено, средняя зона лизиса составила 4,75 мм. На 5-е сутки фунгицидная активность выражена меньше, но все равно заметна. Средняя зона лизиса на 5-е сутки составила 3,00 мм. На рисунке 2 представлены результаты опытов по оценке фунгицидной активности штамма B. amyloliquefaciens RECB-95 по отношению к патогену.  а.                                                       б.Рис. 2 ‒ Фунгицидная активность штамма B. amyloliquefaciens RECB-95 по отношению к Fusarium oxysporum, а – на 3 сутки инкубации, б – на 5 сутки инкубации. В случае со штаммом RECB-95, на третье сутки зона ингибирования составляет в среднем 3,15 мм. На 5-е сутки она, как и в случае с предыдущим штаммом менее выражена и составляет в среднем 2,75 мм. Таким образом, оба изучаемых штамма эндофитных бактерий показали способность к подавлению развития фузариозной инфекции, причем значительных отличий по данной способности между ними не отмечалось.В таблице 1 представлены данные по оценке численности микромицетов, вызывающих корневые гнили яровой пшеницы в почве прикорневой зоны растений. Таблица 1 – Численность фитопатогенных грибов рода Fusarium в прикорневой зоне растений яровой пшеницы в фазу кущения, КОЕ×104 на 1 г почвы, 2020-2022 гг.Вариант2020 г.2021 г.2022 г.В среднем за 3 годаКонтроль0,20±0,0100,90±0,040,36Схема с Bacillus mojavensis PS1700,50±0,0200,16схема с Bacillus amyloliquefaciens RECB-9500,10±0,0100,03Схема с фунгицидами00,20±0,0100,06 Наибольшую опасность корневые гнили наносят на ранних этапах развития растений пшеницы. Результаты оценки показали, что обработка семян в 2020 и 2022 годах привела к полному подавлению фузариозной инфекции в прикорневой зоне растений пшеницы. Однако, в острозасушливом 2021 году, напротив, в контроле фузариозная инфекция не отмечалась, тогда как при использовании протравителей семян из почвы прикорневой зоны выделялись данные микромицеты. В целом, при сравнении результатов за три года, отмечается преимущество применения Bacillus amyloliquefaciens RECB-95 в сравнении с другими вариантами обработки семян пшеницы.Другим патогеном, вызывающим корневые гнили яровой пшеницы является гриб Cochliobolus sativus (анаморфа Bipolaris sorokiniana (Sacc.) Shoemaker) (табл. 2). Таблица 2 – Численность фитопатогенных грибов Cochliobolus sativus в прикорневой зоне растений яровой пшеницы в фазу кущения, КОЕ×104 на 1 г почвы, 2020-2022 гг.Вариант2020 г.2021 г.2022 г.В среднем за 3 годаКонтроль000,10±0,010,36Схема с Bacillus mojavensis PS170000Схема с Bacillus amyloliquefaciens RECB-950000Схема с фунгицидами0000 В 2020-2021 гг., во всех вариантах, возбудитель обыкновенной корневой гнили яровой пшеницы в почве прикорневой зоны растений не выделялся. В 2022 году, данный патоген выделялся только в контроле. Таким образом, предпосевная обработка семян эндофитными бактериями, так же, как и химическим препаратом, во все годы исследований приводила к подавлению развития Cochliobolus sativus в почве прикорневой зоны растений пшеницы. Результаты оценки распространенности корневых гнилей приведены в таблице 3. Таблица 3 – Распространенность корневых гнилей яровой пшеницы в фазу всходов, %, 2020-2022 гг.Вариант2020 г.2021 г.2022 г.В среднем за 3 годаКонтроль21,220,013,018,06Схема с Bacillus mojavensis PS177,99,08,48,43Схема с Bacillus amyloliquefaciens RECB-9516,518,218,217,63Схема с фунгицидами6,55,35,05,60 В 2020 и 2021 годах, наблюдалась достаточно высокая распространенность корневых гнилей, тогда как в 2022 году показатель был значительно ниже. Наименьшее распространение корневых гнилей было при использовании химического протравителя семян.  Среди вариантов с эндофитными бактериями, во все годы исследований преимущество имел вариант с обработкой семян Bacillus mojavensis PS17. Данные фитосанитарного мониторинга развития основных листовых микозов яровой пшеницы приведены в таблице 4.  Таблица 4 – Развитие листовых микозов яровой пшеницы в фазу молочной спелости (в среднем за 3 года), %, 2020-2022 гг.ВариантСепториоз листьевБурая листовая ржавчинаНастоящая мучнистая росаКонтроль46,235,135,5Схема с Bacillus mojavensis PS1718,024,424,3Схема с Bacillus amyloliquefaciens RECB-9517,825,626,3Схема с фунгицидами13,132,914,8 В контроле, среди листовых микозов преобладал септориоз листьев, тогда как развитие болезней, вызываемых биотрофными патогенами (бурая листовая ржавчина, настоящая мучнистая роса) было ниже. Использование биологических и химической схем обработки растений способствовало значительному снижению развития всех листовых болезней, но особенно заметно септориоза листьев. В отношении подавления развития септориоза листьев и настоящей мучнистой росы преимущество имела схема с химическими фунгицидами, тогда как бурую листовую ржавчину лучше контролировали биопрепараты на основе эндофитных бактерий. В полевых условиях, между вариантами с биологическими агентами по эффективности контроля листовых микозов значительных различий не отмечалось. Интегральным показателем эффективности использования приемов агротехнологии является урожайность культуры (табл. 5). Таблица 5 – Урожайность яровой пшеницы сорта Ульяновская 105 при применении различных схем защиты от болезней, т/га 2020-2022 гг.Вариант2020 г.2021 г.2022 г.В среднем за 3 годаПрибавка к контролю, %Контроль3,912,403,373,23 Схема с Bacillus mojavensis PS174,272,653,663,539,2Схема с amyloliquefaciens RECB-954,302,683,453,477,4Схема с фунгицидами4,512,543,433,498,2НСР050,190,100,15   Урожайность яровой пшеницы сильно колебалась по годам. В контроле, наибольшая урожайность отмечалась в хорошо увлажненном 2020 году, тогда как в условиях острой засухи 2021 года показатели были в 1,63 раза ниже. В 2020 году применение химической защиты от болезней привело к более сильному росту урожайности, чем использование биологических препаратов. В тоже время, в засушливом 2021 году, использование схем обработки с биопрепаратами обеспечило более существенный рост урожайности яровой пшеницы, чем применение фунгицидов, что обусловлено их положительным влиянием на повышение стрессоустойчивости растений культуры. В 2022 году урожайность в вариантах с использованием схемы с Bacillus amyloliquefaciens RECB-95 и схемы с фунгицидами достоверно не отличалась, тогда как при использовании схемы с Bacillus mojavensis PS17 наблюдался существенный рост данного показателя в сравнении с другими схемами защиты от болезней.В среднем за годы исследований, наибольший рост урожайности – на 9,2% был обеспечен при использовании схемы защиты от болезней с Bacillus mojavensis PS17.Выводы. Оба штамма эндофитных бактерий проявляют активность в подавлении развития фузариозной инфекции в лабораторных условиях.Обнаружено преимущество применения Bacillus amyloliquefaciens RECB-95 при обработке семян яровой пшеницы в подавлении фузариозной инфекции в почве прикорневой зоны растений. Предпосевная обработка семян эндофитными бактериями, так же, как и химическим препаратом, во все годы исследований приводила к подавлению развития Cochliobolus sativus в почве прикорневой зоны растений пшеницы. Среди вариантов с эндофитными бактериями наиболее эффективный контроль корневых гнилей на ранних этапах развития растений яровой пшеницы обеспечивался при использовании схемы с обработкой семян Bacillus mojavensis PS17. Лучший контроль септориоза листьев и настоящей мучнистой росы обеспечивала схема с химическими фунгицидами, тогда как бурую листовую ржавчину лучше контролировали биопрепараты на основе эндофитных бактерий. В полевых условиях, между вариантами с разными биологическими агентами по эффективности контроля листовых микозов значительных различий не отмечалось. Наиболее сильное положительное влияние на урожайность яровой пшеницы оказало применение биопрепаратов на основе эндофитных бактерий в условиях острозасушливого вегетационного периода 2021 года. Максимальная урожайность яровой пшеницы (на 9,2% выше контроля) обеспечивала схема биологической защиты с эндофитной бактерией семян пшеницы – Bacillus mojavensis PS17.