Введение. Отрасль животноводства является одним из крупнейших потребителей антимикробных препаратов. Животноводческие предприятия в большинстве случаев с лечебной и профилактической целью применяют значительные количества лекарственных препаратов [1, 2, 3]. Вследствие чего многие штаммы, имеющие антибиотикорезистентность происходят из животноводческих комплексов. Также вследствие избыточного использования антибиотиков, устойчивость к ним появилась не только у болезнетворных бактерий, но и у так называемых условно патогенных микроорганизмов, которых гораздо больше, и в норме они не опасны для человека, но при ослаблении иммунитета способны вызывать различные заболевания [4, 5]. Болезнетворные микроорганизмы и остатки антибиотиков являются основными вредными композициями в навозе (фекалиях, накопленных в естественных условиях) [6]. Согласно статистике ВОЗ, ежегодно в мире насчитывается около 1,5 миллиарда пациентов с диареей, и 70% этих случаев были вызваны пищей, зараженной микроорганизмами [7, 8]. Патогенные микроорганизмы могут выживать в воде, почве и других областях окружающей среды в течение длительного времени, а затем влиять на здоровье человека через сельскохозяйственные культуры или продукты животного происхождения [4, 9]. В настоящее время в фекалиях идентифицировано более 150 патогенов. Опасности накопленного коровьего навоза уделяется меньше внимания, при этом он широко используется для выращивания сельскохозяйственных культур или овощей [10, 11]. На сегодняшний момент имеется мало информации об уровнях и изменениях патогенных бактерий, входящих в состав фекалий крупного рогатого скота и их антибиотикорезистентности, на молочных фермах. [5, 7]. Таким образом необходим мониторинг антибиотикорезистентности бактерий, выделяемых из отходов животноводческих ферм. Цель работы - изучение состава фекальной микрофлоры и анализ ее антибиотикорезистентности.Условия, материалы и методы. Для бактериологического исследования отбирали пробы свежих фекалий крупного рогатого скота (КРС) животноводческой фермы ООО ОПХ «Солянское», Рыбинского района Красноярского края, в 7 точках: дойная база, септик-1, база КРС, септик-2, база КРС, септик-3, база №17, база №15, д. Рябинки база «решетка» и база 9. Отбирали 1,0 г навоза в трёх повторностях и далее делали смешанную пробу. Для подсчета количества колоний и выделения чистой культуры предварительно разводили образцы в стерильно физиологическом растворе 0.8% в пробирках до 10-кратного и полученные последовательные 10-кратные разведения засевали на чашки Петри с различными селективными, обогащенными и дифференциально-диагностическими средами (агар Сабуро – для выявления грибов, среда обогащения магниевая, агар Плоскирева, агар Левина, желточно-солевой агар, агар Эндо, кровяной агар, агар для лактобактерий, агар для бифидобактерий, среда Вильсон-Блер – для обнаружения клостридий, лактозный ТТХ агар с тергитолом 7 – для выделения энтерококков). Питательные среды подбирали для выделения кишечной микрофлоры, подбор питательных сред проводился для выделения аэробных и анаэробных микроорганизмов (более 20 видов патогенной, условно-патогенной и сапрофитной микрофлоры). Количественное содержание микроорганизмов в 1,0 г биоматериала определяли путем подсчета выросших на чашках Петри колоний (для каждого разведения отдельно). Далее все серийные разведения помещали в термостат при температуре 37ºС на 18–24 часов. Далее оценено наличие и осуществлен подсчет микроорганизмов и высев колоний на среду Олькеницкого, магниевую среду, висмут-сульфидный агар и агар Левина, посевы инкубировали при 37ºС в течении 18–24 часов. Далее оценивали рост на дифференциально-диагностических средах и проводили окраску по Граму и микроскопирование для выделения чистой и изолированной культуры, с последующей идентификацией до вида. Для видовой идентификации бактерий и грибов в навозе был применен метод масс-спектрометрии. Далее определяли антибиотикорезистентность микроорганизмов к антибактериальным препаратам диско-диффузионным методом. Антибактериальные препараты наносились диспенсером на чашки Петри с Мюллер-Хинтон агаром. Агар предварительно подсушили при комнатной температуре с нанесенным на него инокулюмом исследуемой культуры 0,5 по стандарту МакФарланда. Далее инкубировали при 37ºС в течении 18-24 часов, по истечении времени оценивали зону задержки роста антибактериального препарата и исследуемого микроорганизма на аппарате ADAGIO, который автоматически считывает зоны задержки роста. Для определения антибиотикорезистентности микроорганизмов, выделенных из отходов молочной фермы, были использованы диски с такими антимикробными препаратами, как ампициллин в двух дозировках (2 мкг и 10 мкг), амоксициллин + клавулановая кислота 20\10 мкг, бензилпенициллин 1 МЕ, тетрациклин 30 мкг, эритромицин 15 мкг. Результаты и обсуждение. В результате микробиологического анализа смешанных частей свежих фекалий, полученных с разных септиков, было установлено, что наибольшее количество представителей кишечной микрофлоры относятся к сапрофитным бактериям, бифидобактерии и лактобактерии, количество которых превышало 108 – 1010 на 1 мл образца (табл. 1 и 2).  Таблица 1 – Количественный и качественный состав кишечной микрофлоры крупного рогатого скота, уровень антибиотикорезистентности к полусинтетическим пенициллинамВидымикроорганизмовКОЕ/млБензил-пенициллин(˂18 – R)Ампицил-лин 2 мкг(˂14 – R)Ампициллин10 мкг(˂14 – R)Амоксициллин + клавулановая кислота(˂19 – R)Proteus mirabillis 1030 (R)0 (R)0 (R)16 (R)Klebsiella pneumoniae103----Escherichia coli 1060 (R)14 (R)20 (S)23 (S)Acinetobacter calcoaceticus105----Acinetobacter lwoffii1050 (R)12 (R)19 (S)22 (S)Pseudomonas aeruginosa 1060 (R)0 (R)0 (R)0 (R)Bacillus subtilis10613 (R)19(R)25 (S)32 (S)α-streptococcus 108----Enterococcus faecalis 10524 (S)25 (S)25 (S)30 (S)Staphylococcus epidermidis 102----Staphylococcus saprophyticus 1030 (R)0 (R)0 (R) Staphylococcus aureus 103--- Bifidobacterium spp.1010--- Lactobacillus spp.108--- Clostridium spp.105--- Penicillum spp. 104--- Candida spp. 103--- Carcina spp 105---  Таблица 2 – Количественный и качественный состав кишечной микрофлоры крупного рогатого скота, уровень антибиотикорезистентности к макролидам и тетрациклинамВиды микроорганизмовКОЕ/млЭритромицин(˂24 – R)Тетрациклин(˂22 – R)Proteus mirabillis 1030 (R)0 (R)Klebsiella pneumoniae103--Escherichia coli 1060 (R)18 (R)Acinetobacter calcoaceticus105--Acinetobacter lwoffii10517 (R)23 (S)Pseudomonas aeruginosa 1060 (R)0 (R)Bacillus subtilis1060 (R)12 (R)α-streptococcus 108--Enterococcus faecalis 10520 (R)25 (S)Staphylococcus epidermidis 102--Staphylococcus saprophyticus 1030 (R)0 (R)Staphylococcus aureus 103--Bifidobacterium spp. 1010--Lactobacillus spp.108- -Clostridium spp.105--Penicillum spp. 104--Candida spp. 103--Carcina spp 105-- Также было выявлено высокое значение α-гемолитических (зеленящих) стрептококков, из которых чаще всего выявлялись S. dysgalactiae и S. equi, которые являются зоонозами и вызывают инфекционные заболевания у коров. Такие микроорганизмы, как гемолитические E. coli, P. aeruginosa и B. subtilis выявлялись в концентрации 106 KOE/мл, немногим меньше, в количестве 105 KOE/мл представлены бактерии E. faecalis, A. calcoaceticus и А. lwoffii, а также клостридии и сарцины.Данные бактерии относятся к условно-патогенным и способны при попадании в молочную продукцию вызывать различного рода инфекционные заболевания у человека. Исследование кишечной микрофлоры показало низкое количество, в диапазоне 102–103 KOE/мл, таких микроорганизмов как P. mirabillis, K. pneumoniae, S. epidermidis, S. saprophyticus, S. aureus, а также грибов родов Candida и Penicillum. Несмотря на то, что молочные коровы используют антибиотики реже, чем другие мясные животные, в коровьем навозе также обнаруживаются лекарственные препараты и бактерии, резистентные к широкому спектру антибиотиков. Распространение таких бактерий может ограничивать терапевтический потенциал антибиотиков, тем самым создавая потенциальную угрозу для здоровья людей и скота [7]. Таким образом особый интерес представляет изучение антибиотикорезистентности бактерий, выделенных из кишечной микрофлоры КРС. Противомикробные препараты уже несколько десятилетий широко используются в традиционном животноводстве. Показано, что беспорядочное применение антибиотиков в животноводстве создаёт благоприятные условия для быстрой эволюции патогенности и вирулентности микроорганизмов и формирования у них антибиотикорезистентности. Наличие в комбикормах даже остаточных количеств антибиотиков может вызвать различные нарушения здоровья людей [3, 9]. Анализ антибиотикорезистентности бактерий кишечной микрофлоры показал, что штаммы P. mirabillis и P. aeruginosa были резистентны ко всем исследуемым классам антибиотиков (макролиды, пенициллины, в том числе и комбинированного состава (амоксициллин + клавулановая кислота) и тетрациклины). Штаммы бактерии S. saprophyticus были чувствительны только к комбинированному антибактериальному препарату – амоксициллин + клавулановая кислота 20\10 мкг. Это комбинированное антибактериальное средство, сочетание бактерицидного антибиотика широкого спектра действия из группы полусинтетических пенициллинов — амоксициллина и ингибитора бета-лактамаз — клавулановой кислоты. E. coli и B. subtilis чувствительны к таким препаратам как амоксициллин + клавулановая кислота и ампициллин в дозировке 10 мкг (относящийся к группе полусинтетических пенициллинов), но проявляли устойчивость к таким антибиотикам, как эритромицин (группа макролидов) и тетрациклин (группа тетрациклинов), а также к некоторым препаратам, относящимся к полусинтетическим пенициллинам. Штаммы бактерий вида A. lwoffii проявляли устойчивость в отношении эритромицина, бензилпенициллина и ампициллина в дозировке 2 мкг, но были чувствительны к ампициллину в дозировке 10 мкг, комбинированному препарату и тетрациклину. Наибольшую чувствительность проявляли штаммы бактерии E. faecalis, которые были резистентны только к эритромицину и чувствительны к антибиотикам группы полусинтетических пенициллинов и тетрациклинов, несмотря на то что одной из отличительных особенностей этого класса бактерий является изначальная природная устойчивость к целому ряду антибактериальных препаратов. В результате анализа антибиотикорезистентности фекальной микрофлоры показано, что к эритромицину были устойчивы все выделенные штаммы, относящиеся к условно-патогенным бактериям. При этом к данному препарату природную устойчивость проявляют только грамотрицательные палочки: Escherichia coli и Pseudomonas aeruginosa. К бензилпенициллину, ампициллину в дозировке 2 мкг и тетрациклину были устойчивы большинство выделенных штаммов бактерий. Наибольшее количество изученных микроорганизмов были чувствительны к ампициллину в дозировке 10 мкг и комбинированному препарату амоксициллин + клавулановая кислота. Выводы. Таким образом выявлена высокая резистентность бактерий кишечной микрофлоры к наиболее популярным препаратам, которые используются в животноводстве, в частности на молочных фермах для лечения КРС. Изученные микроорганизмы вырабатывают устойчивость к препаратам в связи с нерациональным использованием антибиотиков. Антимикробные препараты — это инструмент, используемый на животноводческих фермах для обеспечения здоровья животных, и этот инструмент должен использоваться рационально.